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Les peptides antimicrobiens (PAMs) et la phénoloxidase (PO) sont des effecteurs clés de la réponse immunitaire innée des insectes. Les PAMs sont synthétisés par le corps gras des insectes (drosophile, lépidoptère...) et se retrouvent dans l'hémolymphe quelques heures après une injection de bactéries. La résistance aux PAMs est reconnue comme un phénotype de virulence important chez les bactéries pathogènes de l’homme mais reste à être examinée pour les bactéries pathogènes d’insectes. Nous avons précédemment montré que la reconnaissance des Xenorhabdus et Photorhabdus par le système immunitaire de la drosophile est contrôlée par la voie de signalisation Imd (Aymeric et al, 2010) dont l’activation conduit à l'induction de la synthèse de PAMs. En collaboration avec des collègues égyptiens, nous avons aussi montré que la voie Imd régule l’expression de protéines de type lysozyme (LLP) chez le ver à soie (Satyavathi et al, 2018). Au cours des dernières décennies, de nombreux effecteurs de virulence bactérienne ayant des propriétés immuno-suppressives ont été identifiés (Nuñez-Valdez et al, 2019). Néanmoins, seules quelques études ont visé à décrire la réponse immunitaire produite par les insectes hôtes après une infestation par le complexe nématode entomopathogène. Disposant de ressources telles que le génome (Gouin et al, 2017) et un transcriptome de référence (Legeai et al, 2014) de S. frugiperda, nous avons effectué une analyse RNAseq pour déchiffrer les réponses transcriptionnelles tissu-spécifiques à l'infestation par un complexe némato-bactérien entomopathogène dans notre modèle de lépidoptère ravageur de cultures (Huot et al, 2019). Comme prévu, le corps gras et les hémocytes produisent une forte réponse immunitaire stable. La bactérie induit l’expression de gènes impliqués dans une réponse classique antibactérienne (surexpression des PAMs attacin, cecropin, gloverin et lebocin), le nématode induit l’expression de lectines et de gènes impliqués dans la mélanisation et l’encapsulation (Figure 1) (Huot et al, 2020).

Figure 1. Schéma hypothétique de la structure de la réponse immunitaire de la larve de Spodoptera frugiperda au complexe némato-bactérien. En vert, réponses principalement induites par le partenaire nématode et en orange, réponses principales induites par le symbionte bactérien. L’épaisseur des traits et la taille des lettres symbolisent la force relative des réponses transcriptionnelles induites.

Enfin, cette étude a permis de mettre en évidence 2 clusters de gènes (Unk et GBH) fortement surexprimés de façon tissu- et pathogène-spécifique (Figure 2) dont la caractérisation fonctionnelle est actuellement en cours.

Figure 2. Profils d’expression transcriptionnelle de potentiels nouveaux effecteurs de l’immunité chez Spodoptera frugiperda.

Malgré la forte réponse immunitaire, la bactérie symbiotique Photorhabdus se développe rapidement (48 h) dans l'hémolymphe, entraînant la mort par septicémie. Nous avons montré que les Photorhabdus modifient leur enveloppe bactérienne en réduisant la charge nette, ce qui permet une meilleure résistance aux PAMs cationiques produits par l'insecte. En effet, nous avons observé dans le milieu de culture que la population majoritaire de la souche sauvage est sensible aux PAMs, mais qu'une sous-population minoritaire résistante (environ 5 bactéries sur 1000) est toujours présente dans la culture bactérienne (Figure 3) (Mouammine et al, 2017).

Figure 3. Une sous-population de TT01 résistante à la polymyxine est responsable de la septicémie provoquant la mort de l’insecte. (A) Les bactéries sont étalées sur une gélose d’agar en présence de filtres contenant de la polymyxine. Les cercles rouges indiquent les colonies présentes dans les halos d’inhibition de croissance bactérienne. (B) Croissance bactérienne en présence (colonnes grises) ou en absence (colonnes noires) de polymyxine et mortalité des larves de l’insecte Spodoptera littoralis après injection de P. luminescens TT01. (C) Taux bactériens dans le cadavre de l’insecte sept jours après injection de TT01 (même légende qu’en B).

La sous-population résistante s'inverse rapidement, ce qui suggère que le phénomène n'est pas génétique. La comparaison des génomes de la population majoritaire et de la sous-population résistante (séquençage SMRT pour Single Molecule Real-Time, PacBio) ne révéle aucun réarrangement génétique ou mutation expliquant ce changement phénotypique ce qui confirme l’hypothèse épigénétique. Notre analyse RNASeq du transcriptome de la sous-population résistante révèle une surexpression des gènes de résistance PhoP-dépendants impliqués dans la modification du lipide A du LPS. De plus, lors de l'infection de l'insecte, nous avons observé que la sous-population sensible aux PAMs disparaît 6 h post-injection (temps correspondant à la synthèse des PAMs par l'hôte) et que la sous-population résistante est responsable de la septicémie provoquant la mort de l'insecte (Figure 3B). Puis, le système s'inverse pour revenir à l'équilibre initial dans le cadavre de l'insecte (Figure 3C). Cette stratégie originale basée sur un mélange de sous-populations préexistantes peut illustrer un phénomène appelé "minimalisation des risques" ou "bet hedging".

Bibliographie

Aymeric, J.-L., Givaudan, A., Duvic, B. 2010. Imd pathway is involved in the interaction of Drosophila melanogaster with the entomopathogenic bacteria, Xenorhabdus nematophila and Photorhabdus luminescens. Mol Immunol 47, 2342-2348. DOI : 10.1016/j.molimm.2010.05.012.

Gouin, A., Bretaudeau, A., Nam, K., Gimenez, S., Aury, J.-M., Duvic, B., et al. 2017. Two genomes of highly polyphagous lepidopteran pests (Spodoptera frugiperda, Noctuidae) with different host-plant ranges. Sci Rep 7, 1-12. DOI : 10.1038/s41598-017-10461-4.

Huot, L., Bigourdan, A., Pages, S., Ogier, J.C., Girard, P.A., Negre, N., Duvic, B. 2020. Partner-specific induction of Spodoptera frugiperda immune genes in response to the entomopathogenic nematobacterial complex Steinernema carpocapsae-Xenorhabdus nematophila. Dev Comp Immunol 108, 103676. DOI : 10.1016/j.dci.2020.103676.

Huot, L., George, S., Girard, P.-A., Severac, D., Nègre, N., Duvic, B. 2019. Spodoptera frugiperda transcriptional response to infestation by Steinernema carpocapsae. Sci Rep 9, 12879. DOI : 10.1038/s41598-019-49410-8.

Legeai, F., Gimenez, S., Duvic, B., Escoubas, J.-M., Gosselin-Grenet, A.-S., Blanc, F., et al. 2014. Establishment and analysis of a reference transcriptome for Spodoptera frugiperda. BMC Genomics 15, 704. DOI : 10.1186/1471-2164-15-704.

Mouammine, A., Pages, S., Lanois Nouri, A., Gaudriault, S., Jubelin, G., Bonabaud, M. et al. 2017. An antimicrobial peptide-resistant minor subpopulation of Photorhabdus luminescens is responsible for virulence. Sci Rep 7, 43670. DOI : 10.1038/srep43670.

Nuñez-Valdez, M.E., Lanois, A., Pages, S., Duvic, B., Gaudriault, S. 2019. Inhibition of Spodoptera frugiperda phenoloxidase activity by the products of the Xenorhabdus rhabduscin gene cluster. PLoS One 14, e0212809. DOI : 10.1371/journal.pone.0212809.

Satyavathi, V.V., Mohamed, A.A., Kumari, S., Mamatha, D.M., Duvic, B. 2018. The IMD pathway regulates lysozyme-like proteins (LLPs) in the silkmoth Antheraea mylitta. J Invertebr Pathol 154, 102-108. DOI : 10.1016/j.jip.2018.04.006.